Programme 2025

L’école thématique MiFoBio 2025 se tiendra du vendredi 10 octobre au vendredi 17 octobre matin (départ des navettes).

Après les éditions 2021 post-confinement et 2023 avec les 20 ans du GDR, pour lesquelles nous avions choisi d’accueillir plus de participants (390 !), nous retrouverons en 2025, un nombre de participants plus réduit (330) tout en souhaitant conserver la même interdisciplinarité sur les plans scientifiques et technologiques. Le programme sera comme toujours riche et varié avec un équilibre entre cours, séminaires, table-rondes et ateliers couvrant un large spectre de thématiques.

De plus, nous aurons l’opportunité cette année d’accueillir une action européenne COST ! 5 sessions seront ainsi organisées au sein du programme de la semaine (voir en fin de page).

Planning prévisionnel :

Les pauses café matinales des 11 et 12 octobre sont respectivement sponsorisées par nos partenaires Okolab et Phasics.

Mifobio proposera les 6 modules d’enseignement et séminaires associés suivants :

Module 1: Stratégies de marquage aux différentes échelles du vivant

Coordination : Marie Erard, Arnaud Gautier

• Mickael LIN, Stanford University (USA), “New dimensions in optical imaging: Exploring space and time with fluorescent and bioluminescent proteins”
• Amy PALMER, University of Colorado Boulder (USA), “Genetically encoded sensors and how to use them quantitatively to learn new biology”
• Michelle FREI, ETH Zürich (Switzerland), “Chemigenetic kinase biosensors for multiplexed activity sensing and super-resolution imaging”
• Marc VENDRELL, University of Edinburgh (Scotland), “Fluorescent probes for translational bioimaging”

Module 2: Nanoscopie : les défis de la quantification spatiale et temporelle

Coordination : Sandrine Lévêque-Fort, Lydia Danglot

• Giuseppe VICIDOMINI, Istituto Italiano di Tecnologia, Genoa (Italy), “Photon-Resolved Microscopy: Image-Scanning Microscopy with SPAD Array Detector and Beyond”
• Francisco BALZAROTTI, IMP Vienna (Austria), “Introduction to MINFLUX Imaging and Tracking”
• Jörg BEWERSDORF, Yale University (USA), “Single-molecule Localization Microscopy Techniques: Foundations and Cell Biological Applications”
• Anne SENTENAC, Institut Fresnel (France), “Super-resolved fluorescence microscopy using Structured Illumination Microscopy”

Module 3: Analyse, simulation et modélisation : nouveau paradigme avec l’IA ?

Coordination : Aymeric Leray, Jean-Baptiste Sibarita

• Charles KERVRANN, INRIA Rennes, Institut Curie (France), “Apprentissage profond pour localiser et identifier des molécules dans des images 3D de microscopie”
• Flavie LAVOIE-CARDINAL, Université Laval (Quebec), “Decoding synaptic diversity with AI-assisted nanoscopy”
• Wei OUYANG, KTH Royal Institute of Technology, Stockholm (Sweden), “Generative AI for Microscopy: From Automated Imaging to Virtual Cell Modeling”
• Yoav SHECHTMAN, Technion – Israel Institute of Technology (Israel), “3D localization microscopy – spreading the point-spread function”

Module 4: Imageries multi-échelles des systèmes biologiques

Coordination : Rémi Galland, Gaëlle Recher

• Merlin LANGE, Institut de la Vision, Paris, (France), “Building a Multimodal Atlas of Vertebrate Development”
• Timo BETZ, Goettingen Univ. (Germany), “Flow, Force & Form: Multimodal 3-D Microscopy for Living-Tissue Mechanics”
• David LABONTE, Imperial College London (UK), “Photogrammetry, synthetic data, and high-throughput automatic data extraction in insects”
• Anne BEGHIN, MBI, National University of Singapore (Singapore), “Breaking scale: Image Analysis–Based AI to Streamline multilevels 3D quantitative Imaging and Tackle the vEM Challenge”

Module 5: Mesures physiques, contrôle et manipulation – Mécanobiologie

Coordination : Cécile Leduc, Renaud Poincloux, Olivier Rossier

• Khalid SALAITA, Emory University, Atlanta, Georgia (USA), “May the Force Be Measured: Mechano probes reveal the molecular forces generated by cells”
• Iva TOLIĆ, Ruder Boskovic Institute, Zagreb (Croatia), “Mechanobiology of the Mitotic Spindle”
• Daria BONAZZI, Institut Pasteur / Institut Jacques Monod, Paris (France), “How Mechanical Forces Shape Bacterial Infections?”
• Pierre NASSOY, Bordeaux Univ. (France), “Formation, morphometrics and mechanics of epiblast models”

Module 6: Ondes sur le vivant – Stratégies de rupture en imagerie du vivant

Coordination : Thomas Chaigne, Pascal Berto

• Alexander JESACHER, Medical University of Innsbruck (Austria), “Fundamentals of adaptive optics in microscopy”
• Amanda FOUST, Imperial College London (UK), “Light-field deep learning for fast, sensitive 4D imaging in scattering tissue”
• Chiara PAVIOLO, CEA-LETI, Grenoble (France), “AI-driven holography: neuronal microscopy for 2D and 3D live-cell imaging applications”
• Hugo DEFIENNE, CNRS – Sorbonne Univ., Paris (France), “Application of quantum imaging to microscopy”

Séminaires:

• Maddy PARSONS, King’s College London (UK), “Imaging dynamics and mechanics in disease”
• Vasilis NTZIACHRISTOS, Technical Univ. of Munich (Germany), “Listening to light: advances in hybrid optical and optoacoustic microscopy”
• Michelle DIGMAN, Univ. of California, Irvine (USA), “Multiplexed Metabolic and Mitochondria tracking in 3D MulticellularSystems”
• Elisabeth HILLMAN, Colombia Univ. , New York (USA), “High-speed light sheet imaging – how and why ?”
• Luke LAVIS, Janelia Research Campus, HHMI – Ashburn, Virginia (USA), “Turning dyes on and off for biological imaging”
• Emmanuelle BAYER, Univ. Bordeaux (France), “How and why plant cells communicate”
• Ralf JUNGMANN, LMU and MPI of Biochemistry, Munich (Germany), “From DNA Nanotechnology to Biomedical Insight: Towards Single-Molecule Spatial Omics”
• John DUNLOP, Univ. of Salzburg (Austria), COST Action CA22153, “Geometric clues direct tissue patterning, how surface curvature influences cell behaviour”

“Focus On” :

Pour cette édition de MiFoBio, nous avons mis en place un nouveau concept appelé « Focus On ». « Focus On » vise à illustrer les applications dans le domaine de la biologie de techniques spécifiques. Nous aurons trois sessions distinctes, la première traitera de l’AFM et de ses capacités à déchiffrer les interactions moléculaires dans les échantillons biologiques (FO1). La deuxième montrera comment l’utilisation d’images multiplexées du transcriptome permet d’obtenir des informations sur l’état biologique, de la cellule au tissu (FO2). Enfin, les applications récentes de la microscopie à fluorescence à molécule unique dans le domaine du criblage de médicaments seront abordées (F03).

FO1 : “Molecular interaction and Mechanosensing using Atomic Force Microscopy”

Cécile FORMOSA-DAGUE, Toulouse (France) ; Felix RICO, Marseille (France)

FO2 : “Multiplexed Imaging of the Transcriptome — From Single Molecules to Tissues”

Florian MUELLER, Institut Pasteur, Paris (France) ; Alexis COULLOMB, Toulouse (France)

FO3 : “Single Molecule Fluorescence Microscopies for Drug Discovery”

Xavier DARZACQ, Berkeley (USA) ; Michael SCHLIERF, Dresden (Germany)

“Pré-modules pour débutants” :

Ces cours s’adressent aux personnes qui n’ont pas de connaissances de base dans les domaines concernés. Il s’agit de cours facultatifs, pour lesquels le nombre de places sera restreint (maximum 15 personnes par cours). Les participants à Mifobio souhaitant s’inscrire seront invités à le faire lorsqu’ils recevront, directement par e-mail, un formulaire destiné à recueillir un ensemble d’informations pour l’organisation (heures d’arrivée et de départ, hébergement, et donc inscription éventuelle à un pré-module). Ces cours seront a priori dispensés en français. La description est disponible ci-dessous :

Bases en biologie cellulaire – Delphine Muriaux

L’organisme qu’il soit végétal ou animal est constitué de milliards de cellules de nature et de fonctions différentes dont la différenciation apparait au cours du développement suite à la fécondation. Dans ce cours, nous allons porter une attention particulière à cette unité qu’est la cellule, en définissant de manière générale ses aspects moléculaires. Nous décrirons les différences entre cellules eucaryotes et procaryotes, leurs compartiments intracellulaires (Noyau, Réticulum, Golgi, Mitochondries, Endosomes …) et les notions de Membranes, Protéines, ARN et ADN, en taille, en nombres et en couleur. Puis, pour finir nous aborderons les notions de transfection, transduction, et infection, comme outils afin d’exprimer les protéines fluorescentes dans ces cellules et les visualiser par microscopies.

L’organisation des organismes vivants est contrainte par les lois de la chimie et de la physique et son étude requiert des outils dont les gammes dynamiques et les limites doivent être ajustées aux bonnes dimensions. Une deuxième partie de ce cours introduit les notions d’espace et de temps des processus de l’échelle moléculaire à l’échelle de l’organisme.

Optique de base – Olivier Haeberlé

Ce pré-module introduit les notions de base de la formation des images dans un microscope optique classique et les replace dans le contexte des différentes technologies qui seront abordées plus en profondeur lors des modules (optique géométrique élémentaire, phase et polarisation, optique diffractive et PSF, introductions aux techniques de superrésolution et de microtomographie).

Bases de photophysique et chimie pour la microscopie – Dominique Bourgeois

Ce pré-module propose de faire un point sur les différents processus liés à l’absorption de la lumière et à la fluorescence, en mettant l’accent sur les propriétés des fluorophores utiles en microscopie : spectres d’absorption, coefficient d’absorption molaire, spectres d’émission, rendement quantique, brillance, durée de vie, fluorescence versus phosphorescence, réactions avec l’environnement, blanchiment, optique non-linéaire et absorption à deux photons, génération de seconde harmonique). Nous aborderons aussi brièvement les réactions chimiques induites par l’absorption de lumière (photo-isomérisations et décageage. Le fil conducteur de ce pré-module sera une sonde fluorescente qui sera synthétisée lors de MIFOBIO dans le Chem-Lab, nous verrons ainsi les différentes étapes nécessaires pour la conception, la synthèse, les caractérisations à la foi chimiques et photophysiques pour pouvoir l’utiliser comme sonde mitochondriale sur les systèmes présents à MIFOBIO.

Bases en analyse d’image : des méthodes classiques jusqu’à l’apprentissage machine – Aymeric Leray

Lors de ce pré-module, nous commencerons par rappeler la notion d’image numérique (dynamique, bruit, format) avant de poursuivre en présentant les techniques de base de prétraitement et de segmentation des images (seuillage, filtres, binarisation & analyse morphologique). Nous finirons par introduire les approches plus récentes basées sur l’intelligence artificielle et l’apprentissage machine (arbre de décision, réseaux de neurones convolutifs). Nous expliquerons notamment les principes de ces méthodes et les illustrerons avec des exemples concrets afin de fournir un premier aperçu de leurs possibilités.

FLIM, FRET, FCS: les F-microscopies pour la dynamique et les interactions de macromolécules en cellule vivante – Marc Tramier

Les méthodes de microscopie de fluorescence quantitative tel que le FLIM (Fluorecence Lifetime Imaging Microscopy), le FRET (Forster Resonance Energy Transfer), la FCS (Fluorescence Correlation Spectroscopy) que l’on appelle aussi F-microscopies sont des techniques de plus en plus accessibles avec le développement d’instruments commerciaux toujours plus faciles d’utilisation. Elles permettent de mesurer la proximité et la diffusion (ou la codiffusion) de macromolécules marquées par des fluorophores en cellule vivante, ce qui en fait des techniques de choix en biologie cellulaire. Dans ce cours, nous aborderons ces méthodes et nous montrerons comment il est de plus en plus facile de les utiliser en microscopie pour étudier la régulation spatio-temporelle de l’activité et des interactions des protéines.

COST action – CA22153 – European Curvature and Biology Network (EuroCurvoBioNet)

The “EuroCurvoBioNet” COST Action brings together biologists, physicists, mathematicians, designers and others to elucidate the role of curvature in biological systems. The integration of this action into Mifobio should open up discussion about problem solving, existing tools and fundamental questions related to the interaction between curvature and biology, as well as the imaging of curved surfaces.

5 COST Action sessions have been organized as part of the MiFoBio program, according to the schedule below:

• Saturday, October 11th at 6pm Seminar: John Dunlop, Paris-Lodron-University of Salzburg, Austria: “Geometric clues direct tissue patterning, how surface curvature influences cell behaviour”.
• Sunday, October 12th at 2pm Mini-symposium “EuroCurvoBioNet COST Action: the role of curvature on Biology, Tissue Engineering, Regenerative Medicine, and Sustainable Materials”: we will introduce the COST (CA22153) objectives through the presentations of representative research projects of the working groups of the Action:

     2-2.15 pm Introduction

     2.15-2.45 pm Clémentine Ferrari, Max Planck Institute of Colloids and Interfaces, Germany:“Mechanobiology of Biofilms: Influence of surface micro-topography on biofilm macro-morphology”

     2.45-3.15 pm André Castro, IDMEC, Instituto Superior Técnico and ESTSetúbal, Instituto Politécnico de Setúbal, Portugal: “On the design and modelling of TPMS scaffolds for tissue engineering”

     3.15-3.45 pm Łucja Kowalewska, University of Warsaw, Poland: “Complex Nanoscale Topologies in Plants – Diamond and Gyroid Membrane Networks in Plastids”

• Sunday, October 12th at 9pm: Round table “EuroCurvoBioNet COST Action: exploring new approaches to investigate and characterize cellular responses to curved environments at different scales”: we will discuss about the key fundamental questions to address in order to better understand the role of curvature on cell behavior and we will propose an interactive discussion about the needs and issues encountered in producing, imaging and analyzing curved surfaces in vitro.

• Monday, October 13th at 2pm and Tuesday, October 14th at 9pm: Workshop”Development of microstructured cell culture substrates from 3D models using grayscale lithography”

• Wednesday-Thursday, October 15-16th at 2pm: Workshop “Epithelium monolayers deformed by curved substrates: advantages and drawbacks of light-sheet and confocal microscopy”